Поделиться Поделиться

Сучасні методи контролю якості та безпечності рибних і морепродуктів

На сучасному етапі значна увага приділяється розв'язанню науково-технічних проблем рибопереробних комплексів, техніки і технологій виробництва продукції з водних біоресурсів, поглиблення досліджень в галузях економіки і управління у рибогосподарській галузі [1].

Стверджується, що попит на рибні визначається рядом факторів, у числі яких основними є: загальний стан економіки країни, стан сільського господарства і галузей харчового комплексу промисловості; експорт та імпорт продовольства, рівень платежеспроможного попиту населення і його розшарування за рівнем доходів. Особливого значення набуває організація збуту, включно з питаннями реклами, тарифи на доставку рибних товарів; конкурентоспроможність порівняно з продуктами харчування, що замінюють їх; об'єми, асортимент і якість рибної продукції, що виробляється.

В останні роки у ряді країн проходить зниження експорту і ріст імпорту високотехнологічної продукції (консервів, пресервів), продаючи валютомісткі види риби і морепродуктів (тріска, камбала, пікша). В імпорті домінують недорогі види рибних товарів (оселедці, путасу, мойва тощо) [2].

З метою вдосконалення структури торгової пропозиції рибних і морепродуктів пропонують використовувати ресурсний підхід оцінюванням величин фактичного середньодушового споживання. Для багатьох регіонів встановлений низький рівень активності ресурсів поставки живої та охолодженої риби з домінуванням ресурсів копченої та соленої риби на всіх цільових рівнях споживчого ринку.

Виявлені суттєві дескриптори споживчого попиту на рибу і рибопродукти у торгових каналах різного рівня для використання в оптимізаційних процесах з метою вдосконалення торгової пропозиції. Розроблена ресурсно-процесна схема забезпечення ефективного відзиву товаровиробників і постачальників риби та рибопродуктів на виявлені дескриптори споживчого попиту. Сформована ресурсна модель наповнення структури торгової пропозиції риби і рибопродуктів [3].

В оцінці ролі морепродуктів у харчуванні для здоров'я споживачів обговорюється вплив особливостей складу їх ліпідів, а також можливий синергізм дії компонентів тканин риби з тауріном, селеном та іншими складниками їжі [4].

Проведений аналіз автоматизованих систем прослідкування, описані головні етапи життєвого циклу в цій системі продукції з осетрових риб, розроблена блок-схема алгоритму функціонування системи, запропонована функціональна структура системи прослідковуваності, проведений огляд програмних і апаратних засобів для реалізації системи прослідковуваності, створений інтерфейс користувачів для році

боти з базою даних, що збираються в системі, створена структура відповідної бази даних [5].

В оцінці якості продуктів із океанічних риб не знижується вагомість сенсорного аналізу. Дослідники аналізують сполуки відповідальні за натуральні смак і запах рибних продуктів. Для технологів важливо знати, що свіжий аромат рибі надають кетони, спирти, ефіри, а дефектні запахи зумовлюють сірковмісні сполуки і кислота. Висока концентрація диметилсульфіду суттєво змінює якість аромату риби

В результаті окислення ліпідів, переважно, формуються сполуки, відповідальні за дефекти запахів у зіпсованій рибі. Даний процес може проходити також внаслідок розвитку мікроорганізмів [6].

Землисто-затхлий запах м'яса строкатого товстолобика здебільшого надає геосмін, котрий виникає під час зберігання риби. Розроблена методика аналізу з використанням методів ГХ-МС і ГХ-МС з твердофазовою мікроекстракцією. Межа визначення методів становить кладає 1,0 мг/л [7].

Актуальним залишається аналіз сучасних методів оцінки якості рибної сировини. Для проведення випробувань харчової продукції використовуються різні аналізатори. Розроблений автоматичний прилад для біотестування – "Біола", в якому повністю автоматизовано проведення аналізів і культивування тест-об'єктів [8].

Для ідентифікації альгінату натрію із бурих водоростей, отриманих з використанням різних технологій, проведені спектральні дослідження на раманівському спектрометрі "Sentenra". Зазначено наявність деяких різниць у спектрах трьох різних альгінатів. У спектрі незнебарвленого альгінату частота при 980 см-1 виражена сильніше, ніж у знебарвленому. На основі цього автори роблять висновок, що раманівська спектроскопія альгінатів натрію дала декілька характеристичних Частот, які співпали у трьох зразків і в майбутньому можуть використовуватись для успішної ідентифікації цих речовин [9].

На належному рівні досліджені структурні особливості карагинанів, отриманих з червоних водоростей Chondrusarmatus, Ghondrus Pin- nulatus та Tichocarpuscrinitus. За допомогою атомно-силової мікроскопії вивчені надмолекулярні структури, утворені на слюді різними типами карагинанів (λ, χ, к, κ/β, κ/ι) внаслідок їх осадження з розчину з концентрацією карагинану 10 мкг/мл, 25 мкг/мл, 50 мкг/мл, 100 мкг/мл.

Встановлено, що всі 5 типів карагинанів за відповідної концентрації формують стільникову структуру, розміри комірок яких коливаються від 150 до 700 нм. Виходячи з величини середньої висоти надмолекулярної структури, вивчені карагинани автори розділили за типом асоціації молекул: бік-до-боку (к і κ/β), кінець-до-кінця (к/ι) і змішаних (χ).

Аналіз об'єму надмолекулярної структури карагинанів показав, що в середині об'єму к- і κ/β-карагинанів проходить утворення порожнин [10].

Із метанолового екстракту червоних морських водоростей було виділено у цілому 19 бромфенолів, з яких 6 – нових і 13 – з відомими структурами. Нові сполуки були ідентифіковані спектроскопічними методами як 3,4-дибром-5-((метилсульфоніл)метил)бензол-1,2-диол; 3,4-дибром-5-((2,3-дигідроксипропокси)метил)бензол -1,2-диол (2); 5-(амінометил)-3,4-дибромбензол – 1,2-диол (3); 2-(2,3-дибром-4,5-дигідроксифеніл)оцтова кислота (4); 2-метокси-3-бром-5-гідроксиметолфенол (5) і (Е)-4-(2-бром-4,5-дигідроксифеніл)бут-3-ен-2-он (6). Для кожної сполуки визначали здатність до захоплення вільних радикалів DPPHi ABTS.

Більша частина сполук проявляла вищу чи подібну активність порівняно з (ВНА) бутильованим гідроокситолуолом і аскорбіновою кислотою.

Результати показали, що водорості R. confervoides є цінним джерелом натуральних антиоксидантів, і включення цих водоростей з високим вмістом антиоксидантів до складу харчових продуктів може сприяти попередженню їх псування [11].

Запропонований швидкий і недорогий метод на основі спектроскопії імпедансу в якості альтернативного підходу для розділення свіжого лосося і лосося після циклу заморожування-розморожування.

Різниця поміж різними зразками лосося визначена за такими параметрами: вологість, загальний вміст азотистих летких основ, pH, параметри структури К1 чи загальна кількість мікроорганізмів.

Тип процесу заморожування, час зберігання і число циклів заморожування не впливали на фізико-хімічні параметри риби, за винятком водоутримувальної здатності, яка значно знижувалась, порівняно зі свіжою рибою.

Автори роблять висновок, що за даними спектроскопії імпедансу неможливо встановити різницю за кількістю циклів заморожування, проте вона може бути придатна для визначення параметрів риби для заморожування [12].

Розроблений сендвічевий твердофазний імуно-ферментний аналіз для визначення рибного білка в оброблених продуктах харчування з використанням моноклонального антитіла. Реакційна здатність склала 22,6-99,0%. Межі виявлення і квантифікації білка досягли 0,23 і 0,70 мкг/г зразка харчового продукту. Відтворюваність даних становить 69,4-84,8%, а відносні стандартні відхилення <10,5% [13].

Для визначення специфічних пептидів у різних морепродуктах Ortea Ignacio проводив аналіз протеомікса. Запропонована методика використовує трипсинове розщеплення з високоінтенсивним сфокусованим ультразвуком для надшвидкого отримання, розділення пептидів та ідентифікації за допомогою капілярної рідинної хроматографії зі зворотними фазами у поєднанні з іонною сіткою, що працює в умовах сканування в режимі моніторингу заданих іонів. Описаний метод придатний для оцінки харчових продуктів.

Дослідження проводили з метою оцінки метода диференціальної скануючої калориметрії (ДСК) в якості швидкого аналітичного інструмента для диференціації морських лящів, що піддавалися стресу під час лову і зберігалися в різних умовах.

На рибу впливали різні стресові стани: глибока анестезія (малий стрес) і скраплювання неводом (високий стрес).

Риби розміщували у суспензію льоду із соленою водою і потім зберігали на льоду протягом 7 днів.

Додатково рибу, що піддавалася глибокому стресу, заморожували за температури мінус 20 °С, після чого проводили цикл заморожування /розморожування.

Спинну м'язову тканину аналізували методом ДСК, визначали активність катепсинів і втрати рідини.

Методом ДСК дозволяється було диференціювати свіжу, заморожену і розморожену/повторно заморожену рибу, а втрати рідини і активність катепсину В були добрими показниками, які допомагали відрізнити свіжу рибу від замороженої.

Стрес, що діяв на рибу в процесі лову, мало впливав на зміни ентальпії міозину і актину, проте більш низьке відношення ΔΗ актин/міозин було визначено для риби, яка випробувала малий стрес, ймовірно через те, що інтенсивна фізична дія до забою риби сприяла частковій денатурації м'язового міозину [14].

Із м'язів риби виділені та ідентифіковані ароматичні пептиди з використанням "електронного носа". Пептидні фракції з водних екстрактів із м'язів очищували методом ультрафільтрування і гельової хроматографії. Одну з отриманих фракцій додатково фракціонували методом високоефективної рідинної хроматографії.

Встановлені пептидні фракції зі солодким смаком і смаком умамі. Дослідили склад і послідовність амінокислот пептидів з характерним смаком і ароматом з використанням тандемної мас-спектрометрії [15].

Досліджений кількісний склад летких сполук окислювально-гідролітичної деструкції білкових і жирових компонентів, що накопичуються в результаті комплексу хімічних і біохімічних реакцій, які проходять у продуктах теплової переробки риби за умов їх спільної присутності, а також впливу наявності органічної оцтової кислоти різної концентрації на зміну кількісного складу летких сполук білкової і ліпідної складової [16].

Запропоновані хромато-мас-спектрометричні визначення форм миш'якому в морепродуктах. Вивчені умови екстракційного вилучення сполук миш'якому з використанням різних реагентів, а також мікрохвильової та ультразвукової екстракції. За оптимізованих параметрах вилучення, розділення і визначення проаналізовані зразки, закуплені в торговельній мережі.

Методом мас-спектрометрії з індуїсти вно-зв'язаною плазмою був визначено загальний вміст миш'якому, котрий склав 13,6±2,71 мг/кг сухої маси.

Встановлено, що вміст арсеніту в дослідному зразку складає 0,88± 0,05 мг/кг, арсенату – 0,28±0,05 мг/кг, монометиларсинової та диметиларсинової кислот – 0,71±0,06 і 0,69±0,21 мг/кг, згідно, арсено- бетаїну-10,3±0,51 мг/кг [17].

Проведений ферментативний гідроліз морепродуктів для виділення сполук миш'якому зі зразків з використанням обробки в ультразвуковій водяній бані з енергією УЗ 35 кГц. В якості протеолітичного ферменту для проведення ферментативного процесу за короткий період часу (від 4 до ЗО хв.) взятий пепсин. Ферментативний екстракт надалі піддавали очищенню на основі твердофазної екстракції.

За допомогою мас-спектрометрії з індуктивно зв'язаною плазмою у зразках ідентифікували арсеніт, арсенат, диметилмиш'якову кислоту, арсенобетаїн, монометиларсонову кислоту і арсенохолін.

Метод успішно використаний для аналізів 2 сертифікованих зразків порівняння і харчових продуктів морського походження [18].

Описаний точний метод визначення арсенобетаїну у зразках риб з поєднанням систем рідинної хроматографії і мас-спектрометрії з лінійним іонним уловлювачем Orbitrap зі специфічним ізотопним розбавленням і систем РОЦІ і МС з індуктивно зв'язаною плазмою зі стандартними добавками. Зразки екстрагували протягом 30 хв. деіонізованою водою.

Межі визначення, досягнуті з використанням першого і другого поєднання систем (0,0011 і 0,033 мг/кг згідно), підтверджують ефективність запропонованого методу для визначення арсенобетаїну в рибі [19].

Розроблений метод, котрий використовує дисперсію у твердій фазі модифікованої матриці для вилучення CH3Hg+ і Hg^ зі зразків риб перед визначенням методом хроматомас-спектрометрії. Оптимізацію процесу проводили за допомогою методики поверхні відгуку.

Ефективність методу оцінювали в аналізах сертифікованих зразків порівнянням з тканини минка. Відносні стандартні відхилення нижче 9,5%. Межі виявлення для катіону метилртуті і Hg2+ досягли 0,06 і 0,12 мкг/г згідно.

Для кількісних визначень використали градуювання з підгонкою до матриці. Зазначено добру узгодженість результатів визначень з отриманим методом мас-спектрометрії з індуктивно зв'язаною плазмою з генеруванням холодної пари в системі проточно-інжекційного аналізу після мікрохвильової обробки [20].

Запропонований простий і швидкий метод для прямого визначення на атомно-абсорбційномо спектрометрі вмісту в рибі загальної ртуті, іонів ртуті та метильованої ртуті після ретельної оптимізації програми нагрівання і додавання відповідних хімічних реактивів.

Загальний вміст ртуті визначали з використанням ірідійової плівки і розчину Pd+Mg. Для прямого визначення іонів Hg2+ додавали розчин Pd+Mg чи Pd+Mg+Triton Х-100. Точність обох методів була перевірена на сертифікованому зразковому матеріалі риб. Найдені концентрації ртуті статистично достовірно співпадали із сертифікаційними даними [21].

Дослідили склад і якість (вологість, кислотність, вміст кухонної солі іонів амонію, загального азоту і 8 незамінних і/чи потенційно токсичних елементів – міді, кадмію, заліза, марганцю, цинку, свинцю, хрому і магнію) замороженої, копченої та консервованої в олії макрелі, що надходить на ринок Румунії.

Проведена органолептична оцінка продуктів, а також визначення присутності в них консервантів (H2S, НСОН і бензойної кислоти). Сірководень не виявлений в жодній із проб, а бензойна кислота і НСОН знайдені в замороженому і консервованому продукті.

Найвища концентрація більшості незамінних елементів, за винятком заліза, знайдені в замороженій макрелі, а найбільша кількість заліза – в консервованому продукті. Концентрація більшості незамінних елементів у продукті знижується в процесі замочування і стерилізації.

Вміст потенційно токсичних елементів не перевищує небезпечних для здоров'я рівнів [22].

Вивчено використання 8 екстракційних систем для кількісного вилучення з жировмісних об'єктів аналізу хлорорганічних пестицидів: алдріну, α-, β-, γ-гексахлорциклогексану (ГХЦГ) і 1,1,1-трихлор- 2,2-ди(п-хлорфеніл)етану (ДДТ).

Найбільша ступінь вилучення (R) пестицидів (81%) зафіксована у разі двократної екстракції сумішшю гексану з ацетоном (1:1). Встановлено, що використання ультразвукового переміщування збільшує значення R на 4%.

Спосіб пробопідготовки апробований піл час хромато-мас-спектрометричного визначення пестицидів у зразках риб'ячого жиру і риб родини лососевих [23].

Для визначення залишків 8 видів пеніциліну в рибних продуктах розроблений метод на основі поєднання систем високоефективної рідинної хроматографії і тандемної мас-спектрометрії після екстракції сумішшю ацетронітрил-вода в об'ємному співвідношенні 80:20 і очищення дисперсною твердофазовою екстракцією.

В якості внутрішнього стандарту використаний пеніцилін G-D7, котрий додавали у зразок до екстракції.

Розділення 8 видів пеніциліну проводили на колонці HYPURIT1 С18 з використанням суміші 0,1% мурашиної кислоти/ацетонітрил, що містить 0,1% мурашиної кислоти, в якості рухомої фази.

Для детектування застосовували режим моніторингу заданих реакцій з іонізацією електророзпиленням позитивних іонів.

В оптимальних умовах границі виявлення для аналізів досягли від 0,6 до 3,0 мкг/кг. Відтворюваності даних склали 74-98%, а відносні стандартні відхилення – <10% [24].

Для одночасного визначення залишків антибіотиків (спіраміцину, тилмакозину, тилозину і китасаміцину) у рибопродуктах тканини екстрагували ацетонітрилом, екстракт випаровували майже досуха і перерозчиняли в 4%-ному водному розчині хлористого натрію, після чого знежирювали гексаном і очищували на колонці HLB SPE.

Розділення проводили методом ВЕРХ на колонці ВЕН С18 за температури 45 °С і швидкості подавання рухомої фази (25 мМ розчин ΝΗ4Η2ΡΟ4, що містить 10% ацетонітрилу з pH 2,5) 0,3 мл/хв.

Стандартні криві були лінійними в діапазоні концентрацій 0,100- 20,0 мг/л з коефіцієнтом кореляції 0,9980-9994 у разі використання внутрішніх стандартів.

Межа визначення дослідних речовин коливалася від 25 до 75 мкг/кг з коефіцієнтом варіації результатів 2,9-11,2% [25].

Запропонований метод високоефективної рідинної хроматографії з ультрафіолетовим детектуванням для виявлення тетрадотоксину у продуктах водного походження. Згідно з цим методом токсин екстрагують з дією ультразвуку, екстракт очищають методом твердофазної екстракції і аналізують методом іон-парної рідинної хроматографії з УФ-детектуванням.

Вихід токсину в аналізах складає 75-82% з коефіцієнтом варіації результатів <15 % і межею визначення 0,02 мг/кг. Точність, чутливість і вибірковість нового методу вищі, ніж у методів, що використовуються сьогодні [26].

Приведений огляд рибного ринку в Бразилії, перспективи його розвитку, ветеринарні аспекти рибного господарства, необхідність використання антибактеріального препарату малахітова зелень. Стверджується, що наявність у рибі токсичних малахітової зелені й продукту її біотрансформації лейкомалахітової зелені становить значний ризик для здоров'я людей і може потенційно сприяти забрудненню оточуючого середовища. Заслуговує на увагу огляд аналітичних методів, які використовують для виявлення залишків цих сполук [27].

Останнім часом видно, що в м'ясі деяких добутих китів відчутний неприємний запах, схожий до запаху медикаментів.

Аналіз жиру і м'яса сірих китів методом ГХ-МС виявив, що основними сполуками у зразках є такі екотоксикати: аліфатичні альдегіди, ефіри, спирти, ацетон, бензол, толуол, ТГФ і його похідні, дифенілсульфід, дифенілсульфон і аміни [28].

Для виявлення мікроцистинових токсинів у харчових добавках зі синьо-зелених водоростей розроблений імунологічний біосенсор із швидким резонансом поверхні плазмону. Порошкові зразки водоростей екстрагували водно-метанольним розчином, центрифугували і розбавляли буферним розчином до проведення аналізу.

Метод відповідає критерію, відповідному ЄС 2002/657/ЕС. Межа виявлення цих сполук в аналізах 20 зразків досягла 0,561 мг/кг. Результати визначень добре узгоджуються з даними, отриманими поєднанням методів рідинної хроматографії і тандемної мас-спектрометрії [29].

У міжлабораторному дослідженні оцінювали метод полімеразної реакції синтезу ланцюга в режимі реального часу для ідентифікації лосося і форелі у ряді продуктів харчування, що виробляються у Північній Америці.

Аналіз 80 продуктів, що містять лосось і форель, був проведений трьома незалежними лабораторіями. Зразки продуктів отримували зі США і Канади, і тільки організація, яка проводила збір зразків, мала декларації на види продуктів.

Було виявлено невелике число підробок; тільки 4 продукти (5%) виявились заміненими чи сумішами двох видів.

Результати для двох із підроблених продуктів були підтверджені іншими методами, а два інших продукти, більшою мірою, оброблені, не могли бути перевірені методами, що відрізняються від метода полімеразної реакції синтезу ланцюга.

В цілому результати досліджень показали корисність і гнучкість цього методу для ідентифікації зразків лосося і форелі [30].

Проаналізовані органолептичні та хімічні методи визначення якості риби. До якісних реакцій відносять визначення аміаку і сірководню. Зазначено, що для встановлення свіжості риби необхідно визначити вміст у ній жиру.

Зниження затрат часу на аналіз якості риби дозволяється досягнути за рахунок раціонального підбору кількісного і видового складу основних реактивів і каталізаторів, а також суміщення окремих операцій (наприклад, мінералізації, відгонки і уловлювання аміаку) і зміни техніки їх проведення (наприклад, заміна титрування спектрофотометричним аналізом) [31].

Розроблена штучна система нюху, яка базується на масиві колориметричних датчиків і призначена для оцінки свіжості риби. Дев'ять селективних хімічних барвників були вибрані, у відповідності до їх чутливістю до летких сполук, що виділяються, зазвичай, під час псування риби. Колориметричний датчик базується на друці вибраних барвників на пластині зі зворотно-фазовим силікагелем.

Випробування проводилися на рибі голавль кожні 24 години протягом семи днів. Профіль зміни кольору був отриманий диференціацією зображення датчиків до і після дії запаху зразка риби.

Дослідження показують, що система може бути використана для оцінки якості риби і, можливо, інших продуктів з високим вмістом білка [32].

Розроблений неруйнівний метод оцінки свіжості прісноводної риби, що зберігається при заморожуванні, на основі вимірів повного опору за різних частот. Встановлена залежність поміж звичайними індикаторами свіжості та електропровідністю. Показано, що зі всіх індикаторів співвідношення вимірів повного опору є найкращим показником свіжості риби в процесі заморожування [33].

Дослідили ефективність різних методів екстракції ліпідів з риби трьох видів (ставриди, скумбрії і сардини), а також порівняння методу екстракції, виду риби і тривалості зберігання в замороженому стані (<9 міс.) на результати визначення загального вмісту ліпідів у продукті.

Встановлено, що екстракція з дією мікрохвильової енергії забезпечує максимальний вихід і найкраще відтворення результатів визначення, порівняно з іншими методами [34].

Вивчена антиоксидантна активність м'яса форелі річної. Сумарну антиоксидантну активність визначали кулонометричним методом аналізу. Вона склала в мг стандартного зразка рутину на 100 г сирої маси зразків: для печінки – 3852; ікри – 256,31; середньої частини тулуба – 146,98, після обробки в мікрохвильовій печі 1 хв. – 33,11; передньої частини тулуба (з головою) – 85,34 [35].

Для ефективного виявлення рибних кісток під час контролю якості рибного філе використали рентгенівське зображення. Аналізували вікна детектування з елементами 10x10 і 24 характеристики інтенсивності, вибрані з 279 характеристик. Запропонована методика забезпечує ефективність детектування 99% у виробництві продукції з лосося і форелі [36].

В останні роки оксид вуглецю широко використовується для захисту риби під час зберігання, особливо замороженої у вакуумній упаковці. Він реагує з оксиміоглобіном з формуванням карбоксиміоглобінового комплексу вишневого забарвлення.

Запропонований метод спектроскопії в ультрафіолетовій і видимій частині спектра для кількісного визначення оксиду вуглецю. Проведено порівняння точності та відтворюваності результатів визначення оксиду вуглецю спектрофотометричним і методом ГХ-МС [37].

Метод ближньої інфрачервоної відображуваної спектроскопії використали для визначення концентрацій глікогену в м'язових тканинах культивованих морських вушок.

Спектри ближньої інфрачервоної області для живих, звільнених від раковин морських вушок і вушок сублімаційної сушки, моделювали для співставлення з хімічно виміряними значеннями глікогену (в межах 0,77-40,9% сухої маси) з використанням методу ПЛС-регресії.

Для визначення концентрацій глікогену в аналізованих зразках морських вушок використали калібрувальні моделі; стійкість моделі оцінювали за коефіцієнтом визначення достовірності та значенням стандартних помилок передбачення.

Модель для зразків морських вушок сублімаційної сушки давала найкращі результати і відповідала кількісному визначенню глікогену.

Глікоген є активним компонентом, що зумовлює смакові властивості морських вушок, і метод NIRS може бути використаний для швидкого визначення показників, пов'язаних з якістю цього продукту [38].

Для визначення амінокислотного складу філе атлантичного палтуса розроблений спосіб, що базується на попередній підготовці продукту до аналізу, екстракційному вилученню амінокислот (валін, аспарагін, глутамін) і подальшому аналізу концентрату методом капілярного електрофорезу.

Розроблений склад суміші, за якого досягається 97%-не і більш повне вилучення лізину, тирозину, аланіну, гліцину.

Максимальні коефіцієнти розподілу досягаються за умов співвідношення компонентів у суміші бутиловий спирт – етилацетат – ацетон, рівному 6:1:3 [39].

Для визначення амінокислотного складу філе атлантичного палтуса розроблений спосіб, що базується на попередній підготовці продукту до аналізу, екстракційному вилученню амінокислот (валін, аспарагін, глутамін) і наступному аналізу концентрату методом капілярного електрофорезу.

Рибу, відібрану для аналізу, очищували, розбирали на філе, подрібнювали. Фарш ретельно перемішували, переносили в колбу з притертою пробкою. Для вилучення амінокислот в якості екстрагентів вивчені бутиловий спирт і етилацетат, а також їх суміш.

Концентрат аналізували методом капілярного електрофореза (Капель-105 з джерелом високої напруги позитивної полярності).

Вміст амінокислот визначали за допомогою вмонтованого фотометричного детектора (λ= 254 нм) [40].

Для ідентифікації 14-ти видів креветок, які відносять до загону Dekapoda, що мають харчове значення, використано нативне ізоелектричне фокусування водорозчинних саркоплазматичних білків. Дані види характеризуються різною комерційною цінністю, проте завдяки їх фенотипічній схожості і видаленню спинного щита панциру під час їх переробки могло мати місце некоректне маркування продуктів і можлива підміна видів.

Кожен з 14-ти тестованих видів мав видо-специфічні профілі білкових смуг, що забезпечувало правильну ідентифікацію видів. За винятком того, саркоплазматичні кальцій-зв'язуючі білки ідентифікувались за допомогою танденмної мас-спектрометрії в якості основних видоспецифічних білків у цих видів, що відкриває можливості їх використання в якості специфічних біомаркерів [41].

Зазначено, що споживачі у процесі вибору надають перевагу круглим устрицям з діаметром у 2 дюйми. Для попередньої оцінки якості устриць, що добуваються у США, запропонована методика на основі визначення форми раковини. Виділено три базових форми устриць: доброї якості, форма банана і нерегулярна форма і розмір (за необхідності номенклатура може бути розширена).

Контур раковини устриці був у цифровій формі скорочений до 50 точок з використанням програми побудови кривих. Для визначення схожості й придатності форми раковини був використаний метод кута повороту взаємної кореляції з тим, щоби здійснити вибір устриці доброї форми. Експерименти показали можливість застосування метода для промислового використання [42].

Розроблений молекулярний метод встановлення ідентичності видів восьминогів, каракатиць, кальмарів, котрий забезпечує генетичну ідентифікацію приблизно 30 видів, що відносять до родин Octopodidae, Sepiidae і Sepiolidae.

Ця молекулярна система базується на філогенетичному аналізі послідовностей ДНК. Вивчений молекулярний маркер – це ген цитохрома b (cytb). Розроблена методологія була перевірена і згодом використана для двадцяти комерційних зразків, з яких шість (30%) були марковані [43].

З використанням методу динамічних рівноважних парів для виділення летких сполук і газової хроматографії у поєднанні з ольфактометрією для відчуття до запаху визначали сполуки з активним запахом в промисловому продукті з підданих ферментації рибної пасти і соєвої пасти, рибного і соєвого соусу.

Ідентифіковано 123 леткі компоненти – переважно альдегіди, спирти, складні ефіри, кетони, фурани, сірко- і азотовмісні сполуки, ароматичні сполуки і кислоти. В числі досліджених 16 сполук з активним запахом розрізняли за їх основним ароматизованим компонентом [44].

Проведений аналіз аромату і ароматичних активних сполук методом газової хроматографії – мас-спектрометрії – ольфактометрії. Згідно із сенсорним аналізом екстракт ароматичних сполук, отриманий шляхом одночасної перегонки і екстракції, мав характерний запах кефалі. У цілому було ідентифіковано і визначено кількісно 50 ароматичних сполук. Домінуючими леткими сполуками в кефалі є альдегіди.

Аналітичний метод розведення екстракту використали для визначення активних ароматичних сполук у зразках риби. Виявлено 29 активних ароматичних сполук в екстракті, 24 з яких було ідентифіковано. Найбільшою інтенсивністю аромату володіли такі сполуки, як (Z)-4-гептеналь і нонаналь, ефективність яких була охарактеризована як сильний аромат термообробленої риби і аромат зелених плодів, згідно [45].

У наукових дослідженнях вагоме місце посідає оцінка забруднення водних біоресурсів поліциклічними ароматичними вуглеводнями. З цією метою розроблена методика визначення їх вмісту методом високоефективної рідинної хроматографії.

Суть методу полягає в лужному гідролізі проби, екстракції вуглеводнів гексаном із гідролізованого продукту, селективному виділенні фракції поліциклічних ароматичних вуглеводнів диметилформамідом, повторної екстракції цих сполук гексаном із розбавленого водного розчину диметилформаміду, очищенні отриманої фракції від домішок на колонці зі сефадексом чи силікагелем із наступним кількісним визначенням виділених вуглеводнів методом високоефективної рідинної хроматографії. Метод дозволяє провести визначення 16 речовин. Межа виявлення масових часток поліциклічних ароматичних вуглеводнів в аналізованих продуктах становить від 0.1 до 5 мкг/кг ПАВ [46].

Запропоновано визначення поліциклічних ароматичних вуглеводнів у морепродуктах (рибі. Крабах, устрицях, креветках) з використанням ефективної, надійної та безпечної екстракції і газової хроматографії – тандемної мас-спектрометрії.

Після складного процесу екстракції і очищення екстракту пошукові компоненти переводять із ацетонітрилу в гексан і аналізують методом ПХ-МС/МС. Встановлена чутливість методу в аналізі різних продуктів з виходом 71-130% і коефіцієнтів варіації результатів нижче 14%.

Межа кількісного визначення бенз(о)пірену складала 0,4-2,5 мкг/кг, залежно від виду дослідного продукту. Вміст 10 із 14 поліциклічних ароматичних вуглеводнів був у межах, допустимих законодавством. Метод дозволяє проаналізувати приблизно 20 проб за 24 год. [47].

Запропонований швидкий метод визначення поліциклічних ароматичних вуглеводнів у креветках, що містить вилучення, очищення методом рідинної хроматографії зі зворотними фазами і аналіз методом високоефективної рідинної хроматографії тандемної мас-спектрометрії з фотоіонізаційним детектуванням в умовах атмосферного тиску.

Виділені групи поліциклічних ароматичних вуглеводів, для яких встановлений низький, високий і середній рівень точності визначення цих сполук в екстрактах з креветок 148].

Біогенні аміни появляються в рибі внаслідок бактеріального забруднення і псування під час зберігання.

Запропонований метод твердофазової екстракції і рідинної хроматографії у поєднанні з тандемною мас-спектрометрією для одночасного визначення в рибі восьми недериватозованих біогенних амінів: кадаверину, гістаміну, фенілетиламіну, путресцину, сперміну, спермідину, тираміну і триптаміну.

Екстракцію проводять 5%-ним розчином ТХУ з використанням очищення методом твердофазової екстракції на картриджі STRATA X. Тандемний мас-спектрометричний метод детектування має більш високу чутливість (від 0,02 мг кг-1 для спермідину і фенілетиламіну до 0,2 мг кг-1 для сперміну), ніж рідинна хроматографія з ультрафіолетовим детектуванням від (1 мг кг-1 для путресцину до 4 мг кг-1 для гістаміну) і більш високу точність (коефіцієнт варіації результатів протягом одного робочого дня 1-4% проти 3-17% для УФ-детектування).

Середній вихід за двох рівнів збагачення змінювався в діапазоні 71-93% з коефіцієнтом варіації результатів <18% [49].

Уточнені параметри виділення і розділення біогенних амінів і розроблений ГОСТ РОЦІ53149-2008 "Продукты пищевые. Рыба, морские безпозвоночные и продукты их переработки. Количественное определение содержания биогенных аминов методом высокоэффективной жидкостной хроматографии".

На основі вивчення вмісту біогенних амінів у сировині та продукції показано, що на склад амінів у рибній сировині впливає вид сировини і режими зберігання.

Під час зберігання пресервів на швидкість змін вмісту амінів впливає також температура зберігання і вид заливки [50].

Для одночасного визначення біогенних моно- і діамінів у рибних тканинах використали чутливий метод високоефективної рідинної хроматографії після переведення аналітів у похідні з нафталін-2,3- дикарбоксальдегідом у наявності ціаніт-іону і гептиламіну в якості нуклеофілу і внутрішнього стандарту згідно.

Хроматографічне розділення проводили на колонці InertsilODS-3 у режимі градієнтного елюювання з використанням суміші ацетонітрил/метиловий спирт/10 %-ний водний розчин ацетону в якості рухомої фази.

Метод використаний в аналізах зразків свіжої та консервованої риби після рідинно-рідинної екстракції під дією ультразвуку. В оптимальних умовах з підігнаним до матриці внутрішнім стандартом межі виявлення для аналітів досягли 2,5-33,0 мг/кг. Відносні стандартні відхилення склали 0,3-4,2%, а відтворюваності даних- 81,0-102,5 % [51].

Молочко коропа пастеризували, солили, коптили чи обробляли молочною кислотою в якості консервуючого агента. Дослідили вплив методу консервування на зміни хімічного складу і органолептичних властивостей продукту під час зберігання за температури 2 °С.

Визначали вміст у продукті 7 біогенних амінів (путресцину, кадаверину, спермідину, сперміну, гістаміну, тираміну і триптаміну).

Встановлено, що вміст кадаверину є добрим маркером органолептичних характеристик продукту. Проби доброї якості містили менше 5 мг/кг кадаверину.

Вміст гістаміну і тираміну у пробах з добрими смаковими властивостями не перевищував 5 і 25 мг/кг, згідно.

Утворення тираміну ефективно пригнічувалось під час посолу. Найбільш ефективними методами консервування виявились пастеризація і коптіння [52].

Для визначення 4 нітрофуранів у морепродуктах розроблений метод на основі поєднання систем зверхефективної рідинної хроматографії і тандемної мас-спектрометрії з іонізацією електророзпиленням. Аналіти екстрагували сумішшю метафосфорна кислота – метанол в об'ємному співвідношенні 6:4 з наступним очищенням у картриджі Oasis HLB.

Хроматографічне розділення проводили в режимі градієнтного елюювання з використанням суміші 5 мМ ацетат амонію – метанол в якості рухомої фази. Для кількісних визначень і підтвердження використали детектування в режимі моніторингу декількох фракцій із зовнішнім стандартом.

Межа виявлення для фуразолідона і фуральтадона досягла 0,15 мкг/кг, тоді як для нітрофуразона і нітрофурантоїну – 0,3 мкг/кг. Середня ступінь вилучення із введенням 9,50-10,0 мкг/кг нітрофуранів склала 75-98%, а відносні стандартні відхилення – нижче 11% [53].

Проведені дослідження зі встановлення залежності поміж значеннями вмісту сухих речовин, отриманих арбітражним і рефрактометричним методами.

Встановлено, що поміж ними існує прямопропорційна залежність, яка може бути виражена математично таким рівнянням: х = у-К, де х – масова частка сухих речовин, отримана висушуванням за температури 105 °С; у – масова частка сухих речовин, отримана рефрактометричним методом; К – поправочний коефіцієнт 0,8, розрахований на основі статистичних даних, отриманих в ході експерименту.

Встановлена кореляція дозволила використовувати в дослідницькій практиці рефрактометричний метод, як експрес-визначення вмісту сухих речовин у рибних бульйонах [54].

Для виявлення і кількісного визначення рослинних олій як домішок у жирі печінки тріски був розроблений метод інфрачервоної спектрометрії з Фур'є-перетворювачем, котрий використовує горизонтальне повне внутрішнє відображення, у поєднанні з методом хемометрії.

Кількість рослинних олій встановлювали, використовуючи багатомірні точні визначення неповних найменших квадратів і регресію основного компонента, а класифікацію поміж чистим жиром печінки тріски і жиром з домішками олій проводили з використанням дискримінантного аналізу. Метод найменших квадратів застосовували також для передбачення вмісту домішок рослинних олій у незалежних зразках.

Середньоквадратичні помилки передбачення склали 1,75% для ріпакової олії, 1,39% для кукурудзяної олії, 1,35% для соєвої олії і 1,38% для горіхової олії.

Класифікація з використанням дискримінантного аналізу показала, що розроблений метод може визначати жир печінки тріски без домішок і жир, змішаний з різними рослинними оліями [55].

Запатентований спосіб визначення поживної цінності риб, заражених гельмінтами. Згідно зі способом наважку м'язової тканини заливають соляною кислотою в посуд для гідролізу. Посудини закривають пробками і розміщують в термостат, далі охолоджують, відбирають піпеткою у мікропосуд гідролізат і висушують, Потім додають розчин карбонату натрію, перемішують, після чого вносять розчин фенилізотіціанату в пропіловому спирті й залишають для проходження реакції на 40 хв. Після висушування вмісту в природних умовах до нього додають не більше 0,5 см3 дистильованої води, перемішують, переносять у пробірку Єппендорфа і центрифугують.

Проводять якісний та кількісний аналіз амінокислот у пробі капілярним зонним електрофорезом з використанням робочого буферу. Отримані дані порівнюють з контрольним результатом концентрації зв'язаних амінокислот у клінічно здорових риб.

Коли концентрація зв'язаних амінокислот у заражених риб, порівняно з контролем зменшується, то риба вважається недоброякісною [56].

← Предыдущая страница | Следующая страница →